Titre : Virus maedi-visna

Virus maedi-visna : Questions médicales fréquentes

Termes MeSH sélectionnés :

Plasma Cells

Questions fréquentes et termes MeSH associés

Diagnostic 5

#1

Comment diagnostiquer une infection par le virus maedi-visna ?

Le diagnostic repose sur des tests sérologiques et des analyses PCR pour détecter le virus.
Virus maedi-visna Diagnostic médical
#2

Quels tests sont utilisés pour le virus maedi-visna ?

Les tests ELISA et PCR sont couramment utilisés pour identifier le virus dans le sang.
Tests de diagnostic Virus maedi-visna
#3

Les symptômes aident-ils au diagnostic ?

Oui, les symptômes cliniques comme la pneumonie et l'encéphalite orientent le diagnostic.
Symptômes Virus maedi-visna
#4

Peut-on diagnostiquer le virus chez les animaux asymptomatiques ?

Oui, des tests sérologiques peuvent détecter le virus même sans symptômes visibles.
Virus maedi-visna Infection virale
#5

Quelle est l'importance du diagnostic précoce ?

Un diagnostic précoce permet de mieux gérer la maladie et de limiter sa propagation.
Diagnostic précoce Virus maedi-visna

Symptômes 5

#1

Quels sont les symptômes principaux du virus maedi-visna ?

Les symptômes incluent toux, difficultés respiratoires et troubles neurologiques.
Symptômes Virus maedi-visna
#2

Les symptômes varient-ils selon l'âge des moutons ?

Oui, les jeunes animaux peuvent présenter des symptômes plus graves que les adultes.
Âge Virus maedi-visna
#3

Y a-t-il des symptômes neurologiques associés ?

Oui, des signes neurologiques comme des tremblements et des troubles de la coordination peuvent apparaître.
Symptômes neurologiques Virus maedi-visna
#4

Les symptômes sont-ils toujours présents ?

Non, certains animaux peuvent être porteurs sans montrer de symptômes cliniques.
Portage asymptomatique Virus maedi-visna
#5

Comment évoluent les symptômes au fil du temps ?

Les symptômes peuvent s'aggraver progressivement, menant à des complications graves.
Évolution des symptômes Virus maedi-visna

Prévention 5

#1

Comment prévenir l'infection par le virus maedi-visna ?

La prévention passe par l'isolement des animaux infectés et des pratiques d'élevage saines.
Prévention Virus maedi-visna
#2

Les tests de dépistage sont-ils efficaces ?

Oui, le dépistage régulier des troupeaux permet de détecter et d'éliminer les animaux infectés.
Dépistage Virus maedi-visna
#3

Quelles mesures d'hygiène sont recommandées ?

Des mesures d'hygiène strictes, comme le nettoyage des équipements, sont essentielles.
Hygiène Virus maedi-visna
#4

Les animaux doivent-ils être vaccinés ?

Bien qu'il n'y ait pas de vaccin, la vaccination contre d'autres maladies est recommandée.
Vaccination Virus maedi-visna
#5

Comment gérer les nouveaux animaux dans un troupeau ?

Les nouveaux animaux doivent être testés et mis en quarantaine avant d'intégrer le troupeau.
Quarantaine Virus maedi-visna

Traitements 5

#1

Quel est le traitement principal pour le virus maedi-visna ?

Il n'existe pas de traitement spécifique; la gestion des symptômes est essentielle.
Traitement Virus maedi-visna
#2

Peut-on utiliser des antiviraux contre ce virus ?

Actuellement, il n'y a pas d'antiviraux efficaces spécifiquement pour le virus maedi-visna.
Antiviraux Virus maedi-visna
#3

Comment gérer les animaux infectés ?

Les animaux infectés doivent être isolés et traités symptomatiquement pour améliorer leur confort.
Gestion des animaux Virus maedi-visna
#4

Y a-t-il des vaccins disponibles ?

Il n'existe pas de vaccin commercialement disponible contre le virus maedi-visna.
Vaccins Virus maedi-visna
#5

Quel rôle joue la nutrition dans le traitement ?

Une bonne nutrition peut aider à renforcer le système immunitaire des animaux infectés.
Nutrition Virus maedi-visna

Complications 5

#1

Quelles complications peuvent survenir avec le virus maedi-visna ?

Les complications incluent pneumonie chronique et encéphalite, pouvant être mortelles.
Complications Virus maedi-visna
#2

Les complications sont-elles fréquentes ?

Oui, les complications sont courantes chez les animaux infectés, surtout sans traitement.
Fréquence des complications Virus maedi-visna
#3

Comment les complications affectent-elles la production ?

Les complications peuvent réduire la productivité des animaux, affectant la rentabilité de l'élevage.
Production animale Virus maedi-visna
#4

Les complications sont-elles réversibles ?

Certaines complications peuvent être gérées, mais beaucoup sont irréversibles et graves.
Complications irréversibles Virus maedi-visna
#5

Quel est le pronostic pour les animaux infectés ?

Le pronostic dépend de la gravité des symptômes; beaucoup développent des complications graves.
Pronostic Virus maedi-visna

Facteurs de risque 5

#1

Quels sont les facteurs de risque d'infection ?

Les facteurs incluent l'âge, le stress, et la densité de population dans le troupeau.
Facteurs de risque Virus maedi-visna
#2

Le stress augmente-t-il le risque d'infection ?

Oui, le stress peut affaiblir le système immunitaire, augmentant le risque d'infection.
Stress Virus maedi-visna
#3

Les races de moutons sont-elles affectées différemment ?

Certaines races peuvent être plus susceptibles à l'infection en raison de leur génétique.
Races animales Virus maedi-visna
#4

L'environnement joue-t-il un rôle dans l'infection ?

Oui, un environnement surpeuplé et insalubre favorise la propagation du virus.
Environnement Virus maedi-visna
#5

Les pratiques d'élevage influencent-elles le risque ?

Oui, des pratiques d'élevage inadéquates augmentent le risque de transmission du virus.
Pratiques d'élevage Virus maedi-visna
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Dr Olivier Menir

Contenu validé par Dr Olivier Menir

Expert en Médecine, Optimisation des Parcours de Soins et Révision Médicale


Validation scientifique effectuée le 15/04/2025

Contenu vérifié selon les dernières recommandations médicales

Auteurs principaux

Xujie Duan

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Xiaona Shi

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Shuying Liu

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China. liushuying1968@imau.edu.cn.

Stefán R Jónsson

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Institute for Experimental Pathology, University of Iceland, Keldur, Reykjavik 112, Iceland.

Yalçın Yaman

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Siirt University Faculty of Veterinary Medicine, Department of Genetics, Siirt, Türkiye.

Cemal Ün

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Ege University Faculty of Science Department of Biology Molecular Biology Section, İzmir, Türkiye; Ege University Vaccine Development Application and Research Center, İzmir, Türkiye.

Duncan R Smith

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Institute of Molecular Biosciences, Mahidol University, Salaya, 73170, Thailand. duncan_r_smith@hotmail.com.

Pei Zhang

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Xiaoyue Du

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Sixu Chen

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Liang Zhang

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Huiping Li

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Yufei Zhang

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Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Yingxia Hu

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Department of Molecular Biophysics and Biochemistry, Yale University, New Haven, CT, USA.

Kirsten M Knecht

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Department of Molecular Biophysics and Biochemistry, Yale University, New Haven, CT, USA.

Yong Xiong

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Department of Molecular Biophysics and Biochemistry, Yale University, New Haven, CT, USA.

Anniken Jerre Borge

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Norwegian Veterinary Institute, P.O. Box 64, 1431 Ås, Norway.

Britt Gjerset

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Norwegian Veterinary Institute, P.O. Box 64, 1431 Ås, Norway.

Aphrodite I Kalogianni

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Laboratory of Anatomy and Physiology of Farm Animals, Department of Animal Science, Agricultural University of Athens (AUA), Iera Odos 75 str., 11855 Athens, Greece.
Publications dans "Virus maedi-visna" :

Ioannis Bossis

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Laboratory of Anatomy and Physiology of Farm Animals, Department of Animal Science, Agricultural University of Athens (AUA), Iera Odos 75 str., 11855 Athens, Greece.
Publications dans "Virus maedi-visna" :

Sources (10000 au total)

Comparison of laboratory methods for the detection of neoplastic plasma cells in plasma cell dyscrasias.

To compare the ability of immunohistochemistry (IHC), multiparameter flow cytometry (MFC) and fluorescence in situ hybridisation (FISH) to detect clonal plasma cells. We also attempted to outline a te... A retrospective review was performed on 278 CD138+sorted FISH studies from November 2019 to December 2020 along with their concurrent IHC and MFC results. A p value was computed using McNemar's test f... Using the Mc Nemar's test for paired data, CD138+sorted FISH studies achieved the highest proportion of positive results and was significantly greater than MFC (63% vs 53%, p=0.01). FISH had more posi... While CD138+sorted FISH is primarily used for prognostication, it may be employed as a single test for detection and monitoring clonality in certain scenarios. Further studies are needed to monitor th...

Effect of the sequence of pull of bone marrow aspirates on plasma cell quantification in plasma cell proliferative disorders.

The evaluation of plasma cell (PC) compartment is influenced by the quality of bone marrow aspirate (BMA). Herein, we evaluated the impact of sequence of pull on quality of clinical assessment in plas... Histomorphology along with smears from first pull and second pull BMA and flow cytometric immunophenotyping (FCMI) data from second pull aspirate were evaluated for cellularity and PC%.... Of the 484 samples, BMA smears were adequate in 87.4% of first pull (median PC = 7%; IQR = 2-25%) and 51.2% of second pull samples (median PC = 2%; IQR = 0.5-12%; p < 0.001). Recovery of PC was least ... First pull BMA smears were of superior quality but inadequate in one-tenth of samples. Second pull smears underreported PC% and recovery of PC compartment was poorest on FCMI. Concurrent bone marrow b...

Correlation of plasma cell assessment by phenotypic methods and molecular profiles by NGS in patients with plasma cell dyscrasias.

Next-generation sequencing (NGS) detects somatic mutations in a high proportion of plasma cell dyscrasias (PCD), but is currently not integrated into diagnostic routine. We correlated NGS data with de... Of the 90 patients the diagnoses comprised multiple myeloma (n = 77), MGUS (n = 7), AL-amyloidosis (n = 4) or solitary plasmocytoma (n = 2). The NGS panel included eight genes CCND1, DIS3, EGR1, FAM46... Mutations were detected in 64/90 (71%) of cases. KRAS (29%), NRAS (16%) and DIS3 (16%) were most frequently mutated. At least one mutation/sample corresponded to a higher degree of BM involvement with... The probability of detecting a mutation by NGS in the BM was highest in samples with > 10% clonal PC by MFC, or > 20% PC by BMC/ BMH. We propose further evaluation of these thresholds as a practical c...

More Than 2% of Circulating Tumor Plasma Cells Defines Plasma Cell Leukemia-Like Multiple Myeloma.

Primary plasma cell leukemia (PCL) is the most aggressive monoclonal gammopathy. It was formerly characterized by ≥ 20% circulating plasma cells (CTCs) until 2021, when this threshold was decreased to... We assessed the levels of CTCs by multiparameter flow cytometry in 395 patients with newly diagnosed transplant-ineligible MM to establish a cutoff for CTCs that identifies the patients with ultra-hig... Newly diagnosed transplant-ineligible patients with MM with 2%-20% CTCs had significantly shorter progression-free survival (3.1... Our study uncovers that ≥ 2% CTCs is a biomarker of hidden primary PCL and supports the assessment of CTCs by flow cytometry during the diagnostic workup of MM....

B-cell capacity for expansion and differentiation into plasma cells are altered in osteoarthritis.

Autoantibody (autoAbs) production in osteoarthritis (OA), coupled with evidence of disturbed B-cell homoeostasis, suggest a potential role for B-cells in OA. B-cells can differentiate with T-cell help... B-cells were isolated from OA and HC. Standardised in vitro models of B-cell differentiation were used comparing T-dep (CD40 (cluster of differentiation-40/BCR (B-cell receptor)-ligation) versus TLR-d... Compared to HC, circulating OA B-cells showed an overall more mature phenotype. The gene expression profile of synovial OA B-cells resembled that of PCs. Circulating B-cells differentiated under both ... Our findings suggest that OA B-cells present an altered capacity for proliferation and differentiation while remaining able to produce antibodies, notably in synovium. These findings may partly contri...