Titre : Virus maedi-visna

Virus maedi-visna : Questions médicales fréquentes

Termes MeSH sélectionnés :

Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction

Questions fréquentes et termes MeSH associés

Diagnostic 5

#1

Comment diagnostiquer une infection par le virus maedi-visna ?

Le diagnostic repose sur des tests sérologiques et des analyses PCR pour détecter le virus.
Virus maedi-visna Diagnostic médical
#2

Quels tests sont utilisés pour le virus maedi-visna ?

Les tests ELISA et PCR sont couramment utilisés pour identifier le virus dans le sang.
Tests de diagnostic Virus maedi-visna
#3

Les symptômes aident-ils au diagnostic ?

Oui, les symptômes cliniques comme la pneumonie et l'encéphalite orientent le diagnostic.
Symptômes Virus maedi-visna
#4

Peut-on diagnostiquer le virus chez les animaux asymptomatiques ?

Oui, des tests sérologiques peuvent détecter le virus même sans symptômes visibles.
Virus maedi-visna Infection virale
#5

Quelle est l'importance du diagnostic précoce ?

Un diagnostic précoce permet de mieux gérer la maladie et de limiter sa propagation.
Diagnostic précoce Virus maedi-visna

Symptômes 5

#1

Quels sont les symptômes principaux du virus maedi-visna ?

Les symptômes incluent toux, difficultés respiratoires et troubles neurologiques.
Symptômes Virus maedi-visna
#2

Les symptômes varient-ils selon l'âge des moutons ?

Oui, les jeunes animaux peuvent présenter des symptômes plus graves que les adultes.
Âge Virus maedi-visna
#3

Y a-t-il des symptômes neurologiques associés ?

Oui, des signes neurologiques comme des tremblements et des troubles de la coordination peuvent apparaître.
Symptômes neurologiques Virus maedi-visna
#4

Les symptômes sont-ils toujours présents ?

Non, certains animaux peuvent être porteurs sans montrer de symptômes cliniques.
Portage asymptomatique Virus maedi-visna
#5

Comment évoluent les symptômes au fil du temps ?

Les symptômes peuvent s'aggraver progressivement, menant à des complications graves.
Évolution des symptômes Virus maedi-visna

Prévention 5

#1

Comment prévenir l'infection par le virus maedi-visna ?

La prévention passe par l'isolement des animaux infectés et des pratiques d'élevage saines.
Prévention Virus maedi-visna
#2

Les tests de dépistage sont-ils efficaces ?

Oui, le dépistage régulier des troupeaux permet de détecter et d'éliminer les animaux infectés.
Dépistage Virus maedi-visna
#3

Quelles mesures d'hygiène sont recommandées ?

Des mesures d'hygiène strictes, comme le nettoyage des équipements, sont essentielles.
Hygiène Virus maedi-visna
#4

Les animaux doivent-ils être vaccinés ?

Bien qu'il n'y ait pas de vaccin, la vaccination contre d'autres maladies est recommandée.
Vaccination Virus maedi-visna
#5

Comment gérer les nouveaux animaux dans un troupeau ?

Les nouveaux animaux doivent être testés et mis en quarantaine avant d'intégrer le troupeau.
Quarantaine Virus maedi-visna

Traitements 5

#1

Quel est le traitement principal pour le virus maedi-visna ?

Il n'existe pas de traitement spécifique; la gestion des symptômes est essentielle.
Traitement Virus maedi-visna
#2

Peut-on utiliser des antiviraux contre ce virus ?

Actuellement, il n'y a pas d'antiviraux efficaces spécifiquement pour le virus maedi-visna.
Antiviraux Virus maedi-visna
#3

Comment gérer les animaux infectés ?

Les animaux infectés doivent être isolés et traités symptomatiquement pour améliorer leur confort.
Gestion des animaux Virus maedi-visna
#4

Y a-t-il des vaccins disponibles ?

Il n'existe pas de vaccin commercialement disponible contre le virus maedi-visna.
Vaccins Virus maedi-visna
#5

Quel rôle joue la nutrition dans le traitement ?

Une bonne nutrition peut aider à renforcer le système immunitaire des animaux infectés.
Nutrition Virus maedi-visna

Complications 5

#1

Quelles complications peuvent survenir avec le virus maedi-visna ?

Les complications incluent pneumonie chronique et encéphalite, pouvant être mortelles.
Complications Virus maedi-visna
#2

Les complications sont-elles fréquentes ?

Oui, les complications sont courantes chez les animaux infectés, surtout sans traitement.
Fréquence des complications Virus maedi-visna
#3

Comment les complications affectent-elles la production ?

Les complications peuvent réduire la productivité des animaux, affectant la rentabilité de l'élevage.
Production animale Virus maedi-visna
#4

Les complications sont-elles réversibles ?

Certaines complications peuvent être gérées, mais beaucoup sont irréversibles et graves.
Complications irréversibles Virus maedi-visna
#5

Quel est le pronostic pour les animaux infectés ?

Le pronostic dépend de la gravité des symptômes; beaucoup développent des complications graves.
Pronostic Virus maedi-visna

Facteurs de risque 5

#1

Quels sont les facteurs de risque d'infection ?

Les facteurs incluent l'âge, le stress, et la densité de population dans le troupeau.
Facteurs de risque Virus maedi-visna
#2

Le stress augmente-t-il le risque d'infection ?

Oui, le stress peut affaiblir le système immunitaire, augmentant le risque d'infection.
Stress Virus maedi-visna
#3

Les races de moutons sont-elles affectées différemment ?

Certaines races peuvent être plus susceptibles à l'infection en raison de leur génétique.
Races animales Virus maedi-visna
#4

L'environnement joue-t-il un rôle dans l'infection ?

Oui, un environnement surpeuplé et insalubre favorise la propagation du virus.
Environnement Virus maedi-visna
#5

Les pratiques d'élevage influencent-elles le risque ?

Oui, des pratiques d'élevage inadéquates augmentent le risque de transmission du virus.
Pratiques d'élevage Virus maedi-visna
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Dr Olivier Menir

Contenu validé par Dr Olivier Menir

Expert en Médecine, Optimisation des Parcours de Soins et Révision Médicale


Validation scientifique effectuée le 15/04/2025

Contenu vérifié selon les dernières recommandations médicales

Auteurs principaux

Xujie Duan

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Xiaona Shi

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Shuying Liu

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China. liushuying1968@imau.edu.cn.

Stefán R Jónsson

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Institute for Experimental Pathology, University of Iceland, Keldur, Reykjavik 112, Iceland.

Yalçın Yaman

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Affiliations :
  • Siirt University Faculty of Veterinary Medicine, Department of Genetics, Siirt, Türkiye.

Cemal Ün

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Ege University Faculty of Science Department of Biology Molecular Biology Section, İzmir, Türkiye; Ege University Vaccine Development Application and Research Center, İzmir, Türkiye.

Duncan R Smith

3 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Institute of Molecular Biosciences, Mahidol University, Salaya, 73170, Thailand. duncan_r_smith@hotmail.com.

Pei Zhang

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Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Xiaoyue Du

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Sixu Chen

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Liang Zhang

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Huiping Li

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Yufei Zhang

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Affiliations :
  • College of Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Inner Mongolia Key Laboratory of Basic Veterinary Medicine, Inner Mongolia Agricultural University, Hohhot 010018, China.
  • Key Laboratory of Clinical Diagnosis and Treatment Technology for Animal Disease, Ministry of Agriculture, Hohhot 010018, China.

Yingxia Hu

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Department of Molecular Biophysics and Biochemistry, Yale University, New Haven, CT, USA.

Kirsten M Knecht

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Affiliations :
  • Department of Molecular Biophysics and Biochemistry, Yale University, New Haven, CT, USA.

Yong Xiong

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Affiliations :
  • Department of Molecular Biophysics and Biochemistry, Yale University, New Haven, CT, USA.

Anniken Jerre Borge

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Affiliations :
  • Norwegian Veterinary Institute, P.O. Box 64, 1431 Ås, Norway.

Britt Gjerset

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Norwegian Veterinary Institute, P.O. Box 64, 1431 Ås, Norway.

Aphrodite I Kalogianni

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Laboratory of Anatomy and Physiology of Farm Animals, Department of Animal Science, Agricultural University of Athens (AUA), Iera Odos 75 str., 11855 Athens, Greece.
Publications dans "Virus maedi-visna" :

Ioannis Bossis

2 publications dans cette catégorie

Affiliations :
  • Laboratory of Anatomy and Physiology of Farm Animals, Department of Animal Science, Agricultural University of Athens (AUA), Iera Odos 75 str., 11855 Athens, Greece.
Publications dans "Virus maedi-visna" :

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Areca palm velarivirus 1 (APV1) is one of the main pathogen causing yellow leaf disease, and leading to considerable losses in the Areca palm industry. The detection methods for APV1 are primarily bas...

When to test for COVID-19 using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction: a systematic review.

The aim of this study was to evaluate the time in days between symptom onset and first positive real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction (RT-PCR) result for COVID-19.... This systematic review was conducted in the MEDLINE (PubMed), Embase, and Scopus databases using the following descriptors: "COVID-19", "SARS-CoV-2", "coronavirus", "RT-PCR", "real time PCR", and "dia... The included studies were conducted in 31 different countries and reported on a total of 6831 patients. The median age of the participants was 49.95 years. The three most common symptoms were fever, c... These findings corroborate the RT-PCR COVID-19 testing practices of some health units. In addition, the most frequently described symptoms of these patients can be considered the initial symptoms of i...

Comparison of Different Reverse Transcriptase-Polymerase Chain Reaction-Based Methods for Wastewater Surveillance of SARS-CoV-2: Exploratory Study.

Many countries have applied the wastewater surveillance of the COVID-19 pandemic to their national public health monitoring measures. The most used methods for detecting SARS-CoV-2 in wastewater are q... This study aims to compare RT-qPCR and RT-ddPCR for detecting SARS-CoV-2 in wastewater. It also aimed to investigate the effect of changes in the analytical pipeline, including the RNA extraction kit,... We compared 2 RT-qPCR kits, TaqMan RT-qPCR and QuantiTect RT-qPCR, and RT-ddPCR based on sensitivity, positivity rates, variability, and correlation of SARS-CoV-2 gene copy numbers in wastewater to th... Our results indicated that the most sensitive method to detect SARS-CoV-2 in wastewater was RT-ddPCR. It had the highest positivity rate (26/30), and its limit of detection was the lowest (0.06 gene c... As our study, as well as most of the previous studies, has shown RT-ddPCR to be more sensitive than RT-qPCR, its use in the wastewater surveillance of SARS-CoV-2 should be considered, especially if th...

Development and Validation of an In-House Real-Time Reverse-Transcriptase Polymerase Chain Reaction Assay for SARS-CoV-2 Omicron Lineage Subtyping between BA.1 and BA.2.

In order to rapidly differentiate sublineages BA.1 and BA.2 of the SARS-CoV-2 variant of concern Omicron, we developed a real-time reverse-transcriptase polymerase chain reaction to target the discrim...

Evaluation of reverse transcriptase-polymerase spiral reaction assay for rapid and sensitive detection of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2.

Existing real-time reverse transcriptase PCR (RT-qPCR) has certain limitations for the point-of-care detection of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) since it requires sophist... The RT-PSR assay was optimized using RdRp gene and evaluated for the detection of SARS-CoV-2. The time of 60min and a temperature of 63°C was optimized for targeting the RNA-dependent RNA polymerase g... The specific primers designed for this assay showed 100% specificity and did not react when tested with other lung infection-causing viruses and bacteria. The optimized assay was validated with 190 cl... The RT-PSR assay can be considered for rapid and sensitive detection of SARS-CoV-2, particularly in resource-limited settings. To our knowledge, there is as yet no RT-PSR-based kit developed for SARS-...

Investigation on the applicability of a long-range reverse-transcription quantitative polymerase chain reaction assay for the rapid detection of active viruses.

Although conventional polymerase chain reaction (PCR) methods are widely used in diagnosis, the titer of the pathogenic virus is difficult to determine based on the PCR. In our prior report, a long-ra... IAV was inactivated by: heating at 100 °C for periods ranging from 1 to 15 min, treating with 0.12% sodium hypochlorite for periods ranging from 3 to 30 min, or treating with 70% ethanol for periods r... One minute heating, 3 min sodium hypochlorite treatment, or 10 min ethanol treatment was sufficient to deactivate IAV. Changes before and after the inactivations in the copy numbers on LR-RT-qPCR were... In addition to good applicability in UV-irradiation previously reported, the LR-RT-qPCR method is suitable for evaluating the effect of heat-inactivation on IAV infectivity. However, minor modificatio...

Improvement of nested reverse transcription-polymerase chain reaction (RT-PCR) with high specificity and sensitivity detection of sapovirus in food matrix.

Sapovirus (SaV) is a causative agent of human gastroenteritis in both community outbreaks and sporadic cases worldwide. Shellfish accumulate a variety of pathogens during filter feeding. In particular...